Tinción de Ziehl-Neelsen (BAAR)

TINCIÓN DE ZIEHL-NEELSEN (BAAR)


OBJETIVO.

Usar colorantes para teñir las bacterias y así poder diferenciarlas según su resistencia a la decoloración con una mezcla Ácido-Alcohol.


FUNDAMENTO.

En esta técnica queremos diferenciar las bacterias que son ácido alcohol resistentes (BAAR), que son bacilares, de las que no son.
Para ello primero usamos un colorante básico en caliente. Las BAAR presentan en su pared ácidos micólicos y ceras que al calentarse dejan pasar el colorante en su interior, en este caso fucsina fenicada.
Después se usa un Ácido-Alcohol en frio. Los ácidos micólicos y ceras de la pared de las BAAR se enfrian y se solidifican dejando al colorante atrapado en su interior, mientras que las que no son BAAR se decolorarán.
Para terminar se una un colorante de contraste, azul de metileno, que solo teñirá las que no sean BAAR.
Como resultados observaremos las BAAC de color rosa y las que no lo son de un azul-violeta.

MATERIAL.
Papel de filtro
Mechero Bunsen
Portaobjetos
Asa de siembra de platino
Pipeta pasteur
Gradilla
Rejilla metálica
Pinza de madera
Vaso de precipitado
Tolunda con algodón y gasa
Tubo con muestra AAR1,AAR2, 2 y 9.
Microscopio óptico


REACTIVOS.

Fucsina fenicada.
alcohol-clorhidríco al 5%
Azul de metileno
Suero fisiológico
Agua destilada.
Agua
Alcohol 96%


PROTOCOLO.

Preparamos la mesa de trabajo con todo el material necesario.
Encendemos el mechero Bunsen para tener una área de trabajo estéril, para poder esterilizar el asa de siembra y para poder fijar la muestra.
Sobre el portaobjetos ponemos una gota de suero fisiológico y la muestra cogida con el asa de siembra, previamente esterilizada y enfriada antes de coger la muestra.
 

Realizamos la extensión con el asa de siembra y una vez hayamos acabo la esterilizamos con la llama.

Fijamos con la llama del mechero Bunsen.

Preparamos la rejilla sobre el fregadero y colocamos sobre ella las muestras.
Antes de empezar con la tinción preparamos la torunda con el algodón y la gasas y la empapamos con alcohol 96%.

Realizamos la tinción:
     1- Cubrir con Fucsina fenicada durante 5 minutos y pasamos por debajo de los portaobjetos con el colorante la torunda encendida y tiene que emitir vapores durante los 5 minutos. Tras ese tiempo decantamos y lavamos con agua destilada.
La torunda la apagamos en un vaso con agua. Es importante tener dos vasos de precipitado, bien rotulados, separados, uno con agua y otro con alcohol.
   

     2- Cubrimos con alcohol-clorhidríco al 5% durante 2 minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.
   
     3- Cubrimos la preparación con azul de metileno durante 2 minutos, decantamos y lavamos con agua destilada.

     4- Lo dejamos secar y lo observamos en el microscopio óptico.
RESULTADO.


Las muestras AAR 1 y AAR 2 son ambas BAAR ya que aparecen teñidas de rosa y las muestras 2 y 9 no son BAAR no son BAAR ya que aparecen teñidas de de azul-violeta.
Las muestras 2 y 9 muestran Bacilos y Estreptobacilos.
Muestra ARR 1 BAAR
Muestra ARR 2 BAAR

Muestra 2 no BAAR
Muestra 9 no BAAR




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